Библиотека / Питание при патологиях

Теория и практика нутриционной поддержки при сепсисе

Введение

Септицемия – это тринадцатая по частоте причина смерти в США, каждый год на лечение таких больных тратится 5-10 млрд. долларов (только в США) (1,7). Исследование, проведенное в восьми крупных клинических центрах, показало, что общебольничная частота септического синдрома составляет 2± 0.16 случаев на 100 случаев госпитализации, или 2.8±0.17 на 1000 койко-дней, эти больные составляют 59% пациентов отделений интенсивной терапии (ОИТ) (8). Ретроспективный анализ, проведенный в ОИТ хирургического профиля, показал, что у 78% больных, умерших от сепсиса и полиорганной недостаточности (ПОН), основным источником инфекции были либо дыхательные пути, либо желудочно-кишечный тракт (ЖКТ). Также у 13% пациентов как основной источник инфекции были выявлены контаминация кожи и катетерный сепсис (9). В данном разделе мы обсудим современное состояние проблемы нутриционной поддержки при сепсисе и инфекции.

Определения

Американское торакальное общество и Общество медицины критических состояний в 1992 году провели конференцию по консенсусу и приняли новые определения, которые применяются у больных на разных стадиях воспаления и инфекции (Табл. 22.1) (10). Эти определения помогают избежать недоразумений при общении и позволяют правильно использовать термины и определения инфекции, сепсиса и сопутствующих состояний. Сепсис – это системная реакция на инфекцию. Исторически этот термин описывает угрожающее жизни состояние, характеризующееся лихорадкой, такхикардией, учащением дыхания и нарушением функции органов, часто сопровождающееся шоком и смертью. Нередко, но не обязательно, сепсис сочетается с местной или системной бактериальной, грибковой или вирусной инфекцией. Однако, тяжелая травма, панкреатит, кровотечение, ишемия и ожоговая травма могут привести к аналогичному клиническому состоянию, которое известно под названием синдром общего реактивного воспаления (СОРВ) (Рис. 22.1) (10).

Патофизиология

В течение многих лет считалось, что бактерии или компоненты их клеточной стенки (например, эндотоксины грам-отрицательных микроорганизмов и липотекоевый кислый пептидогликановый комплекс грам-положительных бактерий) – это основные причины возникновения септического каскада, который приводит к органной недостаточности и смерти. Однако, недавно проведенные исследования показали, что физиологические эффекты, обусловленные бактериальными инфекциями, всегда имеют место в сочетании со сложными взаимодействиями провоспалительных цитокинов, которые активизируются в ответ на наличие микробных компонентов внутри сосудистого русла (11-15). Значительные изменения уровней цитокинов также обнаружены и в других местах, например, в желчи (16), заживающих ранах (17), секрете бронхов (18,19) и в донорских участках кожи у пациентов с ожогами (20). Цитокины – это первичные или вторичные медиаторы, выброс которых происходит под влиянием повреждения эндотелия, нарушение его функции приводит к увеличению проницаемости микроциркуляторного русла и пропотеванию плазмы во внесосудистое пространство (21,28). Первичные медиаторы – это фактор некроза опухоли-a (ТНФ-альфа), интерлейкины 1,6 и 8 (ИЛ). Эти медиаторы стимулируют выброс вторичных медиаторов: производных арахидоновой кислоты простагландина Е2 (ПГЕ2) и тромбоксана А2, фактора активации тромбоцитов, вазоактивных пептидов, таких как брадикинин, ангиотензин и вазоактивный интестинальный пептид, аминов, таких как гистамина и серотонина и многочисленных производных комплемента (21). Выброс цитокинов – это нормальная и необходимая реакция на повреждение и инфекцию. Цитокины стимулируют процессы заживления ран и помогают бороться с патогенными микроорганизмами. Цитокиновая реакция обычно регулируется сложной системой медиаторов, которая контролирует начальную воспалительную реакцию путем регуляции продукции и блокирования уже синтезированных цитокинов. Однако, регуляция воспалительной реакции может по каким-то причинам разладиться. Это может привести к тяжелому, ареактивному септическому шоку и смерти (22,23). Медиаторы играют важную роль в ранних изменениях сердечно-сосудистой, дыхательной систем и системы крови, которые возникают при сепсисе (24-27). Местный выброс вазорегуляторов часто бывает избыточным, одновременно в разных местах вырабатываются вазодилятаторы и вазоконстрикторы, что приводит к генерализованным нарушениям кровотока.

Сепсис также значительно влияет на другие системы. При этом активируется система свертывания и может развиться синдром диссеминированного внутрисосудистого свертывания (ДВС) (29,30). Клинически ДВС может привести к распространенному тромбозу мелких сосудов, что вызывает гангрену, акроцианоз, некроз кожи и кровотечения. Адгезия нейтрофилов к поврежденному эндотелию сосудов сопровождается реперфузией ранее ишемизированных органов (21). Потеря равновесия между вазоконстрикцией и вазодилятацией вследствие местной ишемии тканей и ацидоза приводят к выраженной вазодилятации, что усугубляет как экссудацию жидкости, так и нарушение распределения кровотока. До определенного момента гипердинамический сердечный выброс может компенсировать увеличенные потребности регионарного кровотока, но потом возникает глубокий шок, что еще более ухудшает доставку кислорода к жизненно важным органам. Вследствие этих изменений возникают органная дисфункция, и наконец, органная недостаточность, и они продолжаются вплоть до восстановления гомеостаза. Краеугольный камень лечения сепсиса – это своевременное назначение адекватной антибактериальной терапии, и раннее дренирование или удаление гнойных очагов чтобы обеспечить раннюю эрадикацию бактерий или грибков. Больным сепсисом также назначают коллоидные и кристаллоидные растворы, препараты крови (эритроцитарную массу и свежезамороженную плазму), инотропные и вазоактивные препараты. Достаточно часто у них проводится ИВЛ как средство поддержания стабильности оксигенации жизненно важных органов. Адекватная нутриционная поддержка также важна, поскольку она играет очень важную роль в процессах заживления ран, поддержании функции иммунной системы, предупреждении катаболизма скелетных мышц и возможно, снижает бактериальную транслокацию из просвета кишечника.

Метаболические реакции при сепсисе

Метаболизм углеводов

В норме гомеостаз глюкозы регулируется несколькими физиологическими контрольными механизмами, чтобы уравновесить потребление и выработку глюкозы. Эти механизмы поддерживают нормальный уровень глюкозы в крови в самых различных обстоятельствах. Однако, гипергликемия – это характерная находка при сепсисе. Недавно проведенные исследования позволяют предположить, что провоспалительные цитокины потенцируют выброс других цитокинов, медиаторов и катаболических гормонов. Эти катаболические гормоны – глюкагон, катехоламины и кортизол – стимулируют гликогенолиз и мобилизацию глюкозы (31). Стимулированный гликогеном гликогенолиз, например, это одно из самых чувствительных и воспроизводимых метаболических воздействий на ткани (32,33). Запасы гликогена быстро опустошаются, и эндогенные липиды, в особенности, триглицериды, становятся главным источником оксилительной энергии. Уровни циркулирующего инсулина могут оказаться нормальными или даже низкими, но в большинстве случаев этот показатель повышен. Максимальная эффективность инсулина снижается примерно на 50% от нормальной (33,34). Ухудшение накопления глюкозы у септических больных также может быть причиной гипергликемии (35). Соответственно, умеренные и тяжелые инфекции сопровождаются 150-200% увеличением скорости образования глюкозы, поэтому у больных имеется гипергликемия (36). Глюконеогенез с прогрессирование органной недостаточности нарастает, как и скорость образования лактата и пирувата. С другой стороны, гипогликемия и уменьшение синтеза глюкозы тоже могут наблюдаться при тяжелом сепсисе, поскольку у этих больных всегда имеется нарушение функции печени и/или снижение кровотока по внутренним органам (Раздел 2) 33.

Метаболизм белков

Хотя при сепсисе распад и синтез белка одинаково ускорены, у больного наблюдается отрицательный азотистый баланс до тех пор, пока не разрешится инфекция (37-40). Скорость образования мочевины повышена, как и скорость синтеза креатитнина, мочевой кислоты и аммиака, все эти вещества выводятся с мочой в повышенных количествах. Потери азота у больных тяжелым сепсисом, осложняющим течение травмы, могут превышать 30 г/сут (36). Основной источник потерь аминокислот – это пул мобильных аминокислот в скелетных мышцах, соединительной ткани и нестимулированном кишечнике. Поглощение аминокислот печенью и синтез в ней белка повышены. Однако скорость синтеза разных белков в печени возрастает неравномерно. Синтез острофазных белков повышен, а вот синтез тех белков, которые синтезируются практически только в печени (например, альбумин и транстиретин) понижен (41).

При таких обстоятельствах, больные, которые получают достаточно экзогенных аминокислот для поддержания выработки острофазовых и других важных печеночных белков, имеют большие шансы на выживание (23). Однако даже адекватно подобранная нутриционная поддержка не в силах полностью оборвать катаболическую реакцию (42). Например, у 8 пациентов ОИТ хирургического профиля с дыхательной недостаточностью и септическим шоком наблюдалась потеря 12.5% белка организма в течение 10 дней, несмотря на обеспечение адекватным количеством белка и энергии (43).

С прогрессированием системной реакции на сепсис возрастает и катаболизм белка, а недостаточность синтеза в сочетании с повышенным распадом приводят к тяжелым потерям белков скелетных мышц и внутренних органов. У больного, которого не кормят, и который находится в стрессовом состоянии, теряется до 250 г тощей массы тела в день (44,45). Некоторые их этих мобилизованных аминокислот становятся субстратом для окисления, и даже в условиях относительно адекватного введения экзогенной глюкозы продолжается мобилизация аминокислот (43,46). Одна из причин этого процесса в стрессовом состоянии – это обеспечение энтероцитов и лейкоцитов глютамином, который им нужен, как субстрат для окисления (47,48). К сожалению, затянувшееся состояние катаболизма белка скелетных мышц ухудшает функцию дыхания, заживление ран, усугубляет иммуносупрессию, ускоряет потерю мышечной силы, значительно затягивает восстановительный период и увеличивает риск гибели больного.

Метаболизм липидов

Каттаболические гормоны, например, адреналин, норадреналин и глюкагон – это основные стимуляторы гидролиза запасенных триглицеридов (этот процесс называется липолизом) путем активации гормончувствительной липазы. В ранней фазе сепсиса и голодания, катаболические гормоны перекрывают действие анаболических (таких как инсулин), и это приводит к распаду липидов на свободные жирные кислоты (СЖК) (33). Вдобавок, внутриклеточный транспорт длинноцепочечных СЖК в митохондрии через карнитиновый путь ухудшается. В последующем эфиры длинноцепочечных СЖК накапливаются в организме и могут угнетать функции пируват-дегидрогеназного комплекса напрямую, что приводит к внутриклеточному ацидозу и накоплению лактата и пирувата. Более того, в дополнение к ухудшению утилизации СЖК при сепсисе ухудшается кетогенез - а это важный источник энергии для периферических клеток при голодании. Наконец, активность липопротеин-липазы, которая ответственна за превращение триглицеридов в СЖК в периферических клетках, при сепсисе ухудшается. Впоследствии развивается гиперлипидемия, гипергликемия, гиперлактатемия и резко повышаются уровни циркулирующего бета-гидроксибутирата (3,49,50). С другой стороны, экзогенные липиды могут эффективно использоваться в качестве источника энергии при сепсисе, и могут оказаться ценной добавкой к глюкозе и другим углеводным источникам энергии (51).

В общем сепсис характеризуется увеличением расхода энергии, с увеличением катаболизма как во внутренних органах, так и в скелетных мышцах, повышением зависимости от жировых запасов (они используются в качестве топлива в окислительных реакциях). В начале такая гиперметаболическая реакция может оказаться даже благоприятной, так как помогает бороться с инфекциями, но при ее длительном существовании она становится опасной. Хотя нутриционная поддержка и не меняет скорости катаболизма, она позволяет ускорить скорость синтеза, что дает пациентам дополнительный шанс на выживание.

Способ введения питания

Энтеральное питание

ЖКТ и печень наиболее чувствительны к ишемии при сепсисе, поскольку кровоток в сосудах внутренних органов снижается, а потребление кислорода увеличивается (52-55). Ишемия кишечника, в свою очередь, приводит к разрушению митохондрий, ацидозу слизистой оболочки, прогрессирующему клеточному повреждению и деструкции (56-58). Соответственно, можно утверждать, что энтеральное питание (ЭП) может привести к ухудшению перфузии внутренних органов у больных сепсисов, особенно, если пациенту назначаются вазоактивные препараты.

Лабораторные данные, однако, говорят о совершенно противоположном: ЭП обеспечивает защиту и даже улучшает функцию кишки при септических состояниях. Например, Goshe с соавт. использовали микрометоды in vivo, чтобы выяснить, как влияет аппликация глюкозы на слизистую оболочку кишки и кровоток в ней при экспериментальном сепсисе, вызванной E. Coli у крыс (59). Оказалось, что кровоток быстро восстанавливался практически до исходного уровня после добавления глюкозы, что говорит о том, что обусловленная попаданием на слизистую тонкой кишки гиперемия способна преодолеть снижение кровотока, происходящие под действием грам-отрицательной бактериемии. Авторы предположили, что этот прямой гиперемический эффект всасывания нутриентов – это один из факторов поддержания целостности кишечной стенки при ЭП (59). Лабораторные данные также позволяют предположить, что применение вазоактивных средств не обязательно является противопоказанием к применению ЭП. Roberts с соавт. провели исследование на крысах-самцах, которые получали высокие дозы фенилэфрина, что приводит к выраженному снижению кровотока в брыжеечной артерии, как при ЭП, так и без него (60). Снижение кровотока в брыжеечной артерии было значительно ниже в той группе, которую кормили энтерально, по сравнению с той группой, которая получала только растворы электролитов. Одно клиническое исследование также подтверждает предположение, что ЭП может предотвратить ишемию кишечника при назначении фенилэфрина, так как поддерживает кровоток (61). Тем не менее, нельзя забывать о том, что кровоток в органах брюшной полости наиболее чувствителен к вазопрессорам, даже в минимальных дозах, поэтому ЭП у пациентов с септическим шоком нужно начинать с осторожностью (58). Вазоконстрикторный эффект вазопрессоров может препятствовать нормальному восстановлению кровотока во внутренних органах при ЭП, но функция ЖКТ сохраняется и не наблюдается признаков паралитического илеуса. Это может привести к ишемическому состоянию, аналогичному стенокардии кишечника, и привести к омертвению кишки. Таким образом, питание у больных сепсисом должно соответствовать потребностям, а с другой стороны, предупреждать возможное ухудшение функции органов.

Одним из главных преимуществ ЭП – это скорее не лечение, а предупреждение серьезных инфекций. После установления диагноза сепсиса ЭП по сравнению с парентеральным питанием (ПП) или с отсутствием нутриционной поддержки не влияет на исход для пациента (не подтверждено статистически). Например, если ЭП задерживается до шестого дня от момента развития сепсиса, как, например, в исследовании, проведенном Cerra с соавт. у пациентов ОИТ, оно не предотвращает развитие ПОН и не меняет летальность (62). Несмотря на это, появляется все больше и больше данных в пользу того, что ЭП снижает риск развития инфекционных осложнений у травмированных пациентов (63,64).

Парентеральное питание

ЭП – это предпочтительный путь введения питания. Однако, при сепсисе, ЭП может осложниться замедлением эвакуации содержимого желудка и диареей. Дисфункция гладких мышц ЖКТ может привести к застою кишечного содержимого. Одно из исследований показало, что ИЛ-1 и ТНФ вызывают ухудшение сокращения гладких мышц, частично вследствие того, что они стимулируют образование оксида азота (65). Когда введение нутриентов энтеральным путем становится неадекватным вследствие непереносимости ЖКТ, и предполагается, что ЭП будет невозможно возобновить в ближайшие 5-7 дней, сразу же начинают ПП. Если пациент переносит инфузию ЭП с низкой скоростью, то ЭП можно сочетать с ПП, проводимым через периферическую или центральную вену для поддержания целостности слизистой кишки.

Несмотря на выбранный способ введения питания, основы его назначения остаются одинаковыми. Необходимо тщательно следить за состоянием пациента, когда он получает нутриционную поддержку в той или иной форме (см. Раздел 6).

Нутриционная поддержка: рекомендации по назначению макронутриентов

Энергозатраты

Клинически оценить энергозатраты у больных сепсисом очень трудно, и все широко используемые уравнения для расчета энергозатрат у больных в критическом состоянии и при сепсисе малоинформативны (6). Вот некоторые рекомендации по оценке энергозатрат у пациентов с сепсисом:

  1. Умножьте значение основного обмена (по уравнению Харриса-Бередикта, основанному на возрасте, поле и массе тела больного) на значение стрессового фактора 1.56
  2. Умножьте значение энергозатрат в покое (ЭЗП, измеряется с помощью непрямой калориметрии) на стрессовый фактор (от 1.2 до 1.4) (66,67)
  3. У пациентов с тяжелыми травмами обычно бывает достаточно 30 ккал/кг/сут в первую неделю с момента развития сепсиса и 50-60 ккал в течение второй недели (68).

Углеводы

Окисление глюкозы при сепсисе усиливается, и до определенных пределов этот процесс можно корректировать экзогенной глюкозой (69). Инфузия глюкозы не сопровождается активацией симпатической нервной системы, поэтому возникающую термогенную реакцию можно не учитывать (70). Wolfe рекомендует, чтобы количество небелковых калорий у пациентов с сепсисом обеспечивалось в основном за счет углеводов, с добавлением экзогенного инсулина (осторожно, чтобы избежать гипогликемии) для стимуляции анаболизма белка (33). Однако, при скорости инфузии глюкозы более 5-7 мг/кг/мин начинается липогенез, и максимальное окисление глюкозы (а следовательно, и образование энергии) ограничивается 50-60% от введенной глюкозы (69). Липиды, как в составе смесей для ЭП, так и в составе внутривенных эмульсий, являются альтернативой углеводам.

Жиры

Экзогенные липиды могут с успехом применяться в качестве источника энергии при сепсисе (51,71). У липидов есть два свойства, которые делают из ценными источниками энергии для больных сепсисом. Во-первых, липиды содержат много калорий (9 ккал/г), поэтому можно ввести больше калорий в меньшем объеме – это преимущество как при ЭП, так и в тех случаях, когда ограничен объем инфузий (например, при почечной недостаточности или при отеке легких). Во-вторых, дыхательный коэффициент для липидов низкий, что позволяет облегчить отучение от аппарата ИВЛ. У липидов есть и другие свойства, очень важные в процессе нутриционной поддержки – это перенос жирорастворимых витаминов, формирование структурных единиц клеточных мембран и они являются предшественниками эйкосаноидов. Последнее особенно важно для незаменимых жирных кислот – линолевой, линоленовой и арахидоновой, поэтому липиды могут выступать в роли иммуномодуляторов. К сожалению, данных об оптимальной концентрации и составе липидной составляющей рациона при сепсисе очень мало.

Белки

Потребности в белках при сепсисе варьируют от 1.5 до 2 г/кг/сут (67,72). Однако, иногда они могут достигать 3-4 г/кг/сут у пациентов с большими потерями азота, например, при ожогах, травмах или при закрытой травме головы. В противоположность этому, потребность в белках и состав белков в рационе меняются при печеночной или острой почечной недостаточности. Для оценки потребности в белках удобно использовать расчет азотистого баланса. Клинических исследований о том, что добавление определенных аминокислот позволяет уменьшить число осложнений или летальность у больных сепсисом, пока нет, но сейчас идет интенсивное исследование применения глютамина при септических состояниях. Например, при сепсисе снижается концентрация глютамина как в плазме, так и в мышцах (73). Инфузии эндотоксина увеличивает выброс эндотоксина из мышц, поэтому концентрация глютамина внутри них снижается (74). Вдобавок, потребление глютамина в кишечнике при сепсисе возрастает (75). Активность глютамин-синтетазы повышается, в фосфат-зависмая глютаминаза, главный фермент, расщепляющий глютами, не меняет своей активности, что говорит о том, что мобилизация глютамина может быть адаптивной реакцией на сепсис, возможно, глютамин мобилизуется для обеспечения энергией гепатоцитоа, энтероцитов и лейкоцитов (74).

Возможно, по этим причинам, у больных с множественными травмами, которые получали ЭП с добавлением глютамина, было меньше случаев пневмонии, сепсиса и бактериемии, чем у пациентов из контрольной группы (76). Несмотря на потенциальное положительное действие глютамина на иммунитет, это не оказывало никакого влияние на распад мышечных белков при сепсисе (77).

Применение антиоксидантов при сепсисе

Образование свободных радикалов при сепсисе и инфекциях значительно ускоряется (78). Одна из причин – это активация фагоцитов провоспалительными цитокинами, что приводит к усилению образования свободных радикалов (79,80). Впоследствии снижается антиоксидантный статус (81,82). Свободные радикалы могут напрямую повреждать клеточные мембраны, образуют пероксиды липидов или могут повреждать внутриклеточные белки, нуклеиновые кислоты и органеллы, что приводит к гибели клетки (81,83). Такие микронутриенты, как каротиноиды, селен и витамины А, С и Е оказывают благоприятное воздействие при окислительном стрессе, снижая тяжесть ишемически-реперфузионного повреждения и улучшая выживаемость при сепсисе (84-86).

Влияние нутриционной поддержки на иммунитет организма-хозяина

При критических состояниях и при сепсисе очень быстро развивается недостаточность питания вследствие сложных метаболических изменений, обусловленных медиаторами и гормонами. Нарушения питания имеют четкую связь со снижением как клеточного, так и гуморального иммунитета, что приводит к повышению чувствительности к инфекциям (87,88). Многочисленные исследования показали, что адекватное питание необходимо для поддержания нормальной функции иммунной системы, что позволяет снизить как число осложнений, так и летальность при сепсисе (89-92).

Без назначения подходящего питания при сепсисе функция кишечника (это орган активного метаболизма) также может нарушиться, что становится причиной ПОН (93-95). Результаты проспективных исследований связи между бактериальной транслокацией, микрофлорой желудка и числом септических осложнений у пациентов ОИТ, говорят о том, что колонизация проксимальных отделов тонкой кишки сопровождается как повышением бактериальной транслокации, так и увеличением частоты септических осложнений (96).

Бактериальная транслокация из просвета кишки в лимфатические узлы кишечника или в систему воротной вены возможно, имеет место у всех людей, однако при нормальной функции иммунной системы клинического значения она не имеет (96). Деструкция бактерий в мезентериальных лимфатических узлах зависит от иммунокомпетености организма-хозяина и вирулентности самих бактерий. В случаях тяжелого иммунодефицита считается, что транслокация – это потенциальный септический очаг.

В настоящее время ни один из специфических биологических иммуномодуляторов (например, антитела к Е5 и НА-1А компонентам стенки грам-отрицательных бактерий, к рецепторам ИЛ-2 или к растворимым ТНФ-рецепторам) или фармакологических средств (например, налоксон, пентоксифиллин, антагонисты брадикинина и N-ацетилцистеин) не смогли улучшить выживаемость больных сепсисом (97-99). Поддержание иммунитета организма-хозяина – это самая лучший способ снизить число осложнений и летальность при сепсисе, а нутриционная поддержка – это лучший способ достичь этой цели.

Таблица 1

Определения

Инфекция– микробный феномен, который характеризуется воспалительной реакцией на наличие микроорганизмов или их инвазией в обычно стерильные ткани организма-хозяина

Бактериемия– Наличие жизнеспособных бактерий в крови

Синдром общего реактивного воспаления– системная воспалительная реакция на разнообразные тяжелые состояния. Критерий диагностики – наличие двух или более перечисленных ниже признаков:

  • Температура тела выше 38 или ниже 36 градусов
  • Частота сердечных сокращений более 90 ударов в минуту
  • Частота дыхания более 20 в минуту или РаСО2 <32 Torr (<4.3 кПа)
  • Лейкоциты более 12 000 клеток на мм3, менее 4000 клеток на мм3 или более 10% незрелых (юных) форм.

Сепсис– Системная реакция на инфекцию. Критерий диагностики – два и более из перечисленных ниже признаков при наличии инфекции:

  • Температура тела выше 38 или ниже 36 градусов
  • Частота сердечных сокращений более 90 ударов в минуту
  • Частота дыхания более 20 в минуту или РаСО2 <32 Torr (<4.3 кПа)
  • Лейкоциты более 12 000 клеток на мм3, менее 4000 клеток на мм3 или более 10% незрелых (юных) форм.

Тяжелый сепсис – Сепсис, сопровождающийся органной дисфункцией, гипоперфузией или гипотонией. Гипоперфузия и нарушения перфузии могут проявляться следующим образом (и не ограничиваться этими признаками) – лактатный ацидоз, олигурия или острые изменения сознания.

Септический шок– Сепсис, сопровождающийся гипотонией, несмотря на адекватную инфузионную терапию, нарушениями перфузии, которые могут проявляться следующим образом (и не ограничиваться этими признаками) – лактатный ацидоз, олигурия или острые изменения сознания. Больные, которые получают инотропную поддержку или вазопрессоры, могут и не иметь гипотонии ко времени выявления нарушений перфузии.

Гипотония– Систолическое артериальное давление < 90 мм рт.ст., или снижение его от исходного более, чем на 40 мм рт.ст. в отсутствие других причин для гипотонии.

Синдром полиорганной недостаточности– наличие изменения функции органов у пациентов с острыми заболеваниями, при чем гомеостаз у этих больных не может поддерживаться без внешнего вмешательства.

(Перепечатка с разрешения правообладателей: American College of Chest Physicians/Society of Critical Care Medicine Consensus Conference: Definitions for Sepsis and Organ Failure and Guidelines for the use of Innovative Therapies in Sepsis, Crit Care Med 1992;20:864–874)

Рисунок 1 Связь между СОРВ, сепсисом и инфекцией

(American College of Chest Physicians/Society of Critical CareMedicine Concensus Conference: Definitions for sepsis and organ failure and guidelines for the use of innovative therapies in sepsis. Crit Care Med 1992:20:864–874)

Литература

  1. Centers for Disease Control and Prevention. Increase in national hospital discharge survey rates for septicemia— United States, 1979–1987. Morb Mortal Wkly Rep Surveill Summ. 1990;39:31–34.
  2. Hill G. Implications of critical illness, injury, and sepsis on lean body mass and nutritional needs. Nutrition. 1998;14(6):557–558.
  3. Crouser ED, Dorinsky PM. Metabolic consequences of sepsis: Correlation with altered intracellular calcium homeostasis. Clin Chest Med. 1996;17(2):249–261.
  4. Kudsk KA. Early enteral nutrition in surgical patient. Nutrition. 1998;14:541–544.
  5. Burke JF, Wolfe RR, Mullany CJ, et al. Glucose requirements following burn injury. Ann Surg. 1979;190:274–285.
  6. Peck MD. Sepsis. In: Zaloga GP (ed). Nutrition in Critical Care. St. Louis, Missouri: Mosby; 1993.
  7. Wenzel RP. Nosocomial infections diagnosis-related groups, and study on the efficacy of nosocomial infection control: economic implications for hospitals under the prospective payment system. Am J Med. 1985;78(suppl 68):3–7.
  8. Sands KE, Bates DW, Lanken PN, et al. Concepts in emergency and critical care: epidemiology of sepsis syndrome in 8 academic medical centers. JAMA. 1997;278: 234–240.
  9. Manship L, McMillin RD, Brown JJ. The influence of sepsis and multisystem and organ failure on mortality in the surgical intensive care unit. Am Surg. 1984;50:94–101.
  10. Bone RC, Balk RA, Cerra FB, et al. American College of Chest Physicians/Society of Critical Care Medicine Consensus Conference: Definitions for sepsis and organ failure and guidelines for the use of innovative therapies in sepsis. Crit Care Med. 1992;20:864–874.
  11. Waage A, Brandtzaeg P, Halstensen A, et al. The complex pattern of cytokines in serum from patients with meningococcal septic shock. J Exp Med. 1989;169: 333–338.
  12. Dinarello C. The proinflammatory cytokines interleukin-1 and tumor necrosis factor and treatment of the septic shock syndrome. J Infect Dis. 1991;163:1177–1184.
  13. Marano M, Fong Y, Moldawer L, et al. Serum cachectin/ tumor necrosis factor in critically ill patients with burns correlates with infection and mortality. Surg Gynecol Obstet. 1990;170:32–38.
  14. Hack CE, De Groot E, Felt-Berama RJ, et al. Increased plasma levels of interleukin-6 in sepsis. Blood. 1989; 74:1704–1710.
  15. Cannon J, Tompkins R, Gelfand J, et al. Circulating interleukin-1 and tumor necrosis factor in septic shock and experimental endotoxin fever. J Infect Dis. 1990; 161:79–84.
  16. Chen X, Ogle CK, Wu JZ, et al. The effect of thermal injury on biliary TNF, IL-6, PEG, and IgA. J Burn Care Rehab. 1997;S74.
  17. Pejnovic N, Lilic D, Zunic G, et al. Abberant levels of cytokines within the healing wound after burn injury. Arch Surg. 1995;130:999–1006.
  18. Rodriguez J, Miller C, DeForge L, et al. Local production of interleukin-8 is associated with nosocomial pneumonia. J Trauma. 1992;33:74–82.
  19. Rodriguez J, Miller C, Garner W, et al. Correlation of the local and systemic cytokine response with clinical outcome following thermal injury. J Trauma. 1993;34: 684–695.
  20. Grayson L, Hansbrough J, Zapata-Sirvent R, et al. Quantitation of cytokine levels in skin graft donor site wound fluid. Burns. 1993;19:401–405.
  21. Cipolle M, Pasquale D, Cerra F. Secondary organ dysfunction. Crit Care Clin. 1993;9:261–298.
  22. Miller-Graziano C, Szabo G, Kodys K, et al. Aberrations in post-trauma monocyte (Mц) subpopulation: Role in septic shock syndrome. J Trauma. 1990;30:S87–S97.
  23. Cerra F. Hypermetabolism, organ failure, and metabolic support. Surgery. 1987;101:1–14.
  24. Parrillo JE. Septic shock in human: Advances in the understanding of pathogenesis, cardiovascular dysfunction, and therapy. Ann Intern Med. 1990;113:227–242.
  25. Demling RH, Smith M, Gunther R., et al. Pulmonary injury and prostaglandin production during endotoxemia in conscious sheep. Am J Physiol. 1981:240: H348.
  26. Tracey KJ, Beutler B, Lowry SF, et al. Shock and tissue injury induced by recombinant human cachectin. Science. 1986;234:470.
  27. Remick DG, Kunkel RG, Larrick JW. Acute in vivo effects of human recombinant tumor necrosis factor. Lab Invest. 1987;56;583.
  28. Lewis R, Austen F, Soberman R. Leukotrienes and other products of the 5-lipoxygenase pathway: biochemistry and relation to pathobiology in human diseases. N Engl J Med. 1990;323:645–654.
  29. Levi M, Ten Cate H, Van derPoll T, et al. Pathogenesis of disseminated intravascular coagulation in sepsis. JAMA. 1993;270:975–979.
  30. Ten Cate H, Brandjes DPM, Wolters HJ, et al. Disseminated intravascular coagulation: Pathophysiology, diagnosis, and treatment. N Horizons. 1993;1:312–313.
  31. Michie HR, Wilmore DW. Sepsis and tumor necrosis factor—bad fellows that can not be ignored. Ann Surg. 1990;212:653–654.
  32. Cherrington AD, Stevenson RW, Steiner KE, et al. Insulin, glucagon and glucose as regulators of hepatic glucose uptake and production in vivo. Diabete Metab Rev. 1987;3:307–332.
  33. Wolfe RR. Substrate utilization/insulin resistance in sepsis/ trauma. Baillieres Clin Endocrinol Metab. 1997;11: 645–657.
  34. Shangraw RE, Jaboor F, Miyoshi H, et al. Differentiation between septic and postburn insulin resistance. Metabolism. 1989;38:983–989.
  35. Saeed M., Carlson GL, Little RA, et al. Selective impairment of glucose storage in human sepsis. Br J Surg. 1999;86:813–821.
  36. Hamish R, Michie, MD. Metabolism of sepsis and multiple organ failure. World J Surg. 1996;20:460–464.
  37. Hasselgren PO, Fisher JE. Counter-regulatory hormones and mechanisms in amino acid metabolism with special reference to the catabolic response in skeletal muscle. Curr Opin Clin Nutr Metab Care. 1999;2(1):9–14.
  38. Vary TC. Inter-organ protein and carbohydrate metabolic relationships during sepsis: Necessary evils or uncanny coincidences? Curr Opin Clin Nutr Metab Care. 1999;2(3):235–242.
  39. Noguchi Y, Meyer T, Tiao G, et al. Sepsis increases putrescine concentration and protein synthesis in mucosa of small intestine in rats. Shock. 1996;5(5):333–340.
  40. Higashiguchi T, Noguchi Y, Meyer T, et al. Protein synthesis in isolated enterocytes from septic or endotoxemic rats: Regulation by glutamine. Clin Sci. 1995;89:311–319.
  41. Cerra FB. Manifestations of cell injury: protein metabolism. In: Multiple Organ Failure. 1st ed. New Horizons; 1989:253–263.
  42. Shaw JH, Wildbore M, Wolfe RR. Whole body protein kinetics in severely septic patients. Ann Surg. 1987;205: 288–294.
  43. Streat SJ, Beddoe AH, Hill GL. Aggressive nutritional support does not prevent protein loss despite fat gain in septic intensive care patients. J Trauma. 1987;27: 262–266.
  44. Long CL, Jeevanandam M, Kim BM, et al. Whole body protein synthesis and catabolism in septic man. Am J Clin Nutr. 1977;30:1340–1344.
  45. McDougal WS, Wilmore DW, Pruitt BA. Effect of intravenous near isosmotic nutrient infusions on nitrogen balance in critically ill injured patients. Surg Gynecol Obstet. 1977;145:408–414.
  46. Jahoor F, Shangraw RE, Miyoshi H, et al. Role of insulin and glucose oxidation in mediating the protein catabolism of burns and sepsis. Am J Physiol. 1989;257:E323–331.
  47. Newsholme EA, Mewsholme P, Curi R, et al. A role for muscle in the immune system and its importance in surgery, trauma, sepsis and burns. Nutrition. 1988; 4:261–268.
  48. Herskowitz K, Souba WW. Intestinal glutamine metabolism during critical illness: A surgical perspective. Nutrition. 1990;6:199–206.
  49. Ardawi MSM, Jamal YS, Ashy AA, et al. Glucose and glutamine metabolism in the small intestines of septic rats. J Lab Cli Med. 1990;115:660–668.
  50. Kiuchi T, Yamaguchi T, Takada Y, et al. Hepatomuscular failure in septic catabolism: Altered muscular response to plasma proteolytic factor in decreased hepatic mitochondrial redox potential. Surgery. 1991;109:182–189.
  51. Nordenstrom J, Carpentier YA, Askanazi J, et al. Metabolic utilization of intravenous fat emulsion during total parenteral nutrition. Ann Surg. 1982:196:221–231.
  52. Baue AE. The pathophysiologic response to sepsis: Circulatory and metabolic demands. In: Deitch EA (ed). Multiple Organ Failure–Patient Care and Prevention. 1st ed. St. Louis, MO: Mosby-Year Book; 1990:442.
  53. Koike K, Moore EE, Moore F, et al. Gut ischemia/reperfusion produces lung injury independent of endotoxin. Crit Care Med. 1994;22:1438–1444.
  54. Reilly PM, Bulkley GB. Vasoactive mediators and splenchnic perfusion. Crit Care Med. 1993;21(suppl 2): S55–S68.
  55. Hinshaw LB. Sepsis/septic shock: participation of the microcirculation: An abbreviated review. Crit Care Med. 1996;24(6)1072–1078.
  56. Baue AE. Cellular alterations with shock and ischemia. Angiology. 1974;25:31–42.
  57. Sayeed MM, Baue AE. Na-K transport in rat liver slices in hemorrhagic shock. Am J Physiol. 1973;224:1265–1270.
  58. Fink MP, Aranow JS. Gut barrier dysfunction and sepsis. In: Fein AM, Abraham EM, Balk RA (eds). Sepsis and Multiorgan Failure. Media, PA: Williams & Wilkins; 1997.
  59. Gosche JR, Garrison RN, Harris PD, et al. Absorptive hyperemia restores intestinal blood flow during Escherichia coli sepsis in the rat. Arch Surg. 1990;125:1573–1576.
  60. Roberts PR, Black KW, Zaloga GP. Enteral nutrition blunts decrease in mesenteric blood flow (MBF) during high dose phenylephrine administration. Crit Care Med. 1999;27(suppl):A77.
  61. Kazamias P, Kotzampassi K, Koufogiannis D, et al. Influence of enteral nutrition-induced splanchnic hyperemia on the septic origin of splanchnic ischemia. World J Surg. 1998;22(1):6–11.
  62. Cerra FB, McPherson JP, Konstantinides FN, et al. Enteral nutrition does not prevent multiple organ failure syndrome (MOFS) after sepsis. Surgery. 1988; 104:727– 733.
  63. Moore FA, Moore EE, Jones TN, et al. TEN versus TPN following major abdominal trauma: Reduced septic morbidity. J Trauma. 1989;29:916–923.
  64. Kudsk KA, Croce MA, Fabian TC, et al. Enteral versus parenteral feeding: Effects on septic morbidity after blunt and penetrating abdominal trauma. Ann Surg. 1992; 215:503–513.
  65. Lodato RF, Khan AR, Zembowicz MJ, et al. Roles of IL- 1 and TNF in the decreased ileal muscle contractility induced by lipopolysaccharide. Am J Physiology. 1999; 276(6 Pt 1):G1356–1362.
  66. Koea J, Wolfe R, Shaw J. Total energy expenditure during total parenteral nutrition: Ambulatory patients at home verse patients with sepsis in surgical intensive care. Surgery. 1995;118:54–62.
  67. Vitello JM. Nutrition support in stress and sepsis. Proceeding of 23rd A.S.P.E.N. Clinical Congress. San Diego, CA. January 1999.
  68. Uehara M, Plank LD, Hill GL. Components of energy expenditure in patients with severe sepsis and major trauma: a basis for clinical care. Crit Care Med. 1999; 27(7):1295–1302.
  69. Long CL. Fuel preferences in the septic patient: Glucose or lipid? J Parenter Enteral Nutr. 1987;11:333–335.
  70. Carlson GL, Gray P, Arnold J, et al. Thermogenic, hormonal and metabolic effects of intravenous glucose infusion in human sepsis. Br J Surg. 1997;84(10):1454–1459.
  71. Druml W, Fischer M, Ratheiser D. Use of intravenous lipids in critically ill patients with sepsis without and with hepatic failure. J Parenter Enteral Nutr.1998;22:217–223.
  72. Patino JF, Pimiento SE, Vergara A, et al. Hypocaloric support in the critically ill. World J Surg. 1999:23(6): 553–559.
  73. Roth E, Funovics J, Muhlbacher F, et al. Metabolic disorders in severe abdominal sepsis: Glutamine deficiency in skeletal muscle. Clin Nutr. 1982;1:25–26.
  74. Austgen TR, Chakrabarti R, Chen MK, et al. Adaptive regulation in skeletal muscle glutamine metabolism in endotoxin-treated rats. J Trauma. 1992;32:600–607.
  75. Noguchi Y, James H, Fisher J, et al. Increased glutamine consumption in small intestine epithelial cells during sepsis in rats. Am J Surg. 1997;173:199–205.
  76. Houdijk AP, Rijnsburger ER, Jansen J, et al. Randomized trial of glutamine-enriched enteral nutrition on infectious morbidity in patients with multiple trauma. Lancet. 1998;352:772–776.
  77. Ziegler TR, Young LS, Benfell K, et al. Clinical and metabolic efficacy of glutamine-supplemented parenteral nutrition after bone marrow transplantation. Ann Intern Med. 1992;116:821–828.
  78. Mackinnon KL, Molnar Z, Lowe D, et al. Measures of total free radical activity in critically ill patients. Can Soc Clin Chem. 1999;32(4):263–268.
  79. Klebanoff SJ, Vades MA, Harlan JM, et al. Stimulation of neutrophils by tumor necrosis factor. J Immunol. 1986;136:4220–4223.
  80. Tsujimoto M, Tokota S, Vilcek J, et al. Tumor necrosis factor provokes superoxide anion generation from neutrophils. Biochem Biophys Res Comm. 1986;137:1094–1099.
  81. Goode HF, Webster NR. Free radicals and antioxidants in sepsis. Crit Care Med. 1993;21(11):1770–1776.
  82. Schorah CJ, Downing C, Piripitsi A, et al. Total vitamin C, ascorbic acid, and dehydroascorbic acid concentrations in plasma of critically ill patients. Am J Clin Nutr. 1996;63:760–765.
  83. Bhattacharyya J, Chowdhury TD, Datta AG. Effect of endotoxin on protein degradation and lipid peroxidation of erythrocytes. J Physiol Pharmacol. 1999;50(2):321–326.
  84. Daughters K, Waxman K, Gassel A, et al. Antioxidant treatment for shock: Vitamin E but not vitamin C improves survival. The Am Surgeon. 1996;62:789–792.
  85. Zaccaria A, Weinzweig N, Yoshitake M, et al. Vitamin C reduces ischemia-reperfusion injury in a rat epigastric island skin flap model. Ann Plast Surg. 1994; 33(6):620–623.
  86. Rojas C, Cadenas S, Herrero A, et al. Endotoxin depletes ascorbate in the guinea pig heart: Protective effects of vitamins C and E against oxidative stress. Life Science. 1996;59(8):649–657.
  87. Bistrian BR, Blackburn Gl, Scrimshaw NS, et al. Cellular immunity in semi-starved states in hospitalized adults. Am J Clin Nutr. 1975;28:1148–1155.
  88. Chandra RK. Protein-energy malnutrition and immunological responses. J Nutr. 1992;122:597–600.
  89. Chandra RK. Effect of vitamin and trace-element supplementation on immune responses and infection in elderly subjects. Lancet. 1992;340:1124–1127.
  90. Farolan LR, Goto M, Myers TF, et al. Perinatal nutrition enriched with omega-3 polyunsaturated fatty acids attenuates endotoxic shock in newborn rats. Shock. 1996; 6(4):263–266.
  91. Kudsk KA, Minard G, Croce MA, et al. A randomized trial of isonitrogenous enteral diets after severe trauma: An immune enhancing diet reduces septic complications. Ann Surg. 1996;224(4):531–543.
  92. Hulsewe KWE, van Acker BAC, von Meyenfeldt MF, et al. Nutrition depletion and dietary manipulation: effects on the immune response. World J Surg. 1999;23:536–544.
  93. Baue AE. Gastrointestinal tract: An active metabolic organ that can fail. In: Baur AE (ed). Multiple Organ Failure: Patient Care and Prevention. St. Louis, MO: Mosby-Year Book; 1990:364–373.
  94. Keith ME, Jeejeebhoy KN. Immunonutrition. Bailliere’s Clin Endo Metab. 1997;11(4)709–737.
  95. Marshall JC, Christou NV, Meakins J. The gastrointestinal tract—the “undrained abscess” of multiple organ failure. Ann Surg. 1993;218(2):111–119.
  96. MacFie J, O’Boyle C, Michell CJ, et al. Gut origin of sepsis: A prospective study investigating associations between bacterial translocation, gastric microflora, and septic morbidity. Gut. 1993;45:223–228.
  97. Weikert LF, Bernard GR. Pharmacotherapy of sepsis. Clin Chest Med. 1996;17(2):289–297.
  98. Ralston DR, St. John RC. Immunotherapy for sepsis. Clin Chest Med. 1996;17(2):307–311.
  99. Abraham E. Why immunomodulatory therapies have not worked in sepsis. Intensive Care Med. 1999;25:556–566.
  100. Monk DN, Plank LD, Franch-Arcas G, et al. Sequential changes in the metabolic response in critically injured patients during the first 25 days after blunt trauma. Ann Surg. 1996;223:395–405.
  101. A.S.P.E.N. Board of Directors: Guidelines for use of total parenteral nutrition in the hospitalized adult patient. J Parenter Enteral Nutr. 1986;10:441–445.
  102. A.S.P.E.N. Board of Directors: Guidelines for use of enteral nutrition in the adult J Parenter Enteral Nutr. 1987;11:435–439.

 

Сайт медицины критических состояний
www.critical.ru
Полное оглавление